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La biologia sintetica promette una rivoluzione: il codice della vita non sarà più lo stesso

SynBioBisogna ammetterlo, gli organizzatori del Carnevale della Biodiversità conoscono il gusto della provocazione. Dopo “Le dimensioni contano”, “Nicchie estreme: ai confini della realtà” e “Alieni tra noi”, questa volta i partecipanti hanno affrontato un tema ancor più originale, che li ha costretti a spremere le meningi e a mettere sul campo tutta la loro creatività e fantasia. Il titolo di questa edizione del carnevale, tornato dopo una lunga pausa, ha infatti una connotazione fantascientifica piuttosto che scientifica: “Ho visto cose.. La biologia dei mondi fantastici”. Non appena l’ho letto, nella mia testa è scattato il collegamento con la biologia sintetica, un settore che ho iniziato a conoscere da vicino qualche mese fa, durante la mia visita all’ETH di Basilea. Che cosa c’è infatti di più fantastico di una biologia fabbricata dall’uomo, che in natura non esiste? Dopotutto, fare biologia sintetica significa realizzare molecole e organismi che non sono mai esistiti, e che tuttavia sarebbero potuti esistere se l’evoluzione avesse preso un altro corso. Fare biologia sintetica è un po’ come sbirciare in un mondo immaginario, un mondo che per la maggioranza di noi sarà popolato da draghi, fate e supereroi, ma che per un biologo molecolare potrebbe ospitare forme di vita ancora più bizzarre. Organismi diversi da quelli che conosciamo non solo per il loro aspetto o per il loro genoma, ma addirittura per il codice genetico in base al quale sono stati programmati.

Codice geneticoOgni forma di vita di questo pianeta (a parte rare eccezioni) utilizza infatti lo stesso codice per trasformare in proteine funzionanti l’informazione genetica contenuta nel proprio DNA. E’ un codice a triplette, propriamente dette codoni, dove ogni tripletta di nucleotidi corrisponde a uno specifico aminoacido. Per esempio, se nel DNA c’è scritto AAA, la cellula inserirà nella catena della proteina nascente l’aminoacido lisina, e così via, tripletta dopo tripletta, finché la cellula non incappa in un codone di stop: lì il processo di traduzione termina e la nuova proteina può essere rilasciata. A dispetto dell’elevato numero di codoni possibili (64), gli aminoacidi comunemente a disposizione delle nostre cellule sono soltanto 20: significa che ogni aminoacido può essere codificato da più di un codone (tre codoni indicano un segnale di stop). Ma gli scienziati che si occupano di biologia sintetica non sono mai contenti di quello che l’evoluzione ha messo a punto nel corso di milioni di anni. In effetti, se solo potessimo convincere le cellule a utilizzare decine di altri aminoacidi diversi, potremmo ottenere proteine mai viste, anche con funzioni completamente nuove. Una prospettiva affascinante, non c’è dubbio, ma sorge un problema: se i 64 codoni sono già tutti prenotati, come si fa a cambiare il codice genetico senza che tutte le altre proteine, quelle naturali, vengano stravolte? Considerate che le cellule hanno le loro attività da portare avanti, e le proteine devono essere fatte bene, con tutti gli aminoacidi al posto giusto: se si prova ad alterare il significato di un solo codone, c’è il serio rischio che la cellula passi a miglior vita. Una soluzione al problema c’è, ma per capirla a fondo dovrete avere la pazienza di seguirmi mentre vi racconto più nel dettaglio il meccanismo della traduzione.

Fabbricare una proteina è un processo sofisticato nel quale intervengono diversi attori. Il ruolo del protagonista appartiene indubbiamente al ribosoma, un complesso macchinario composto da tre molecole di RNA e da più di 50 proteine. Spetta al ribosoma effettuare la sintesi vera e propria, andando a decodificare la sequenza nucleotidica dell’RNA messaggero in arrivo dal nucleo. I codoni vengono fatti scorrere, l’uno dopo l’altro, pronti per essere letti. Ed è qui che interviene l’altra molecola decisiva in questo processo, la chiave di lettura che consente al ribosoma di interpretare l’informazione portata dal messaggero e trasformarla in una catena di aminoacidi: sono i tRNA (o RNA transfer). Questi RNA di trasporto raggiungono il ribosoma e vanno ad appaiarsi con il codone su cui questo sta transitando. Se il codone si lega di buon grado all’anticodone portato dal tRNA, ecco che avviene la magia e il tRNA cede il suo prezioso carico: un aminoacido, che viene immediatamente trasferito alla catena proteica nascente. Il processo va avanti finché il ribosoma non incontra uno dei tre codoni di stop (UAA, UAG, UGA), che non riescono ad appaiarsi ad alcun tRNA. La traduzione funziona perché ogni codone può appaiarsi a un solo tRNA, e quel tRNA porterà sempre con sé lo stesso identico aminoacido. Già, ma una volta compiuto il loro dovere, che fanno i tRNA? Bussano alla porta degli enzimi amminoacil-tRNA sintetasi, che li ricaricano consegnando loro un nuovo aminoacido. Esistono 20 tipi diversi di questo enzima, ognuno competente per uno specifico aminoacido. Per cambiare il codice genetico e scriverne uno nuovo occorre dunque intervenire su tutti e tre questi componenti: il ribosoma, i tRNA e l’aminoacil-tRNA sintetasi. E’ quello che stanno cercando di fare all’Università di Cambridge, nel gruppo di ricerca guidato da Jason W. Chin. Il primo passo è stato creare un ribosoma alternativo a quello naturale, vediamo come hanno fatto.

jasonchin

ResearchBlogging.orgChin e colleghi hanno fatto le cose in grande, e hanno deciso che il codice a triplette non bastava. Se proprio vogliamo scrivere un codice nuovo di zecca – hanno pensato – perché non farne uno con dei codoni di quattro lettere? Il vantaggio è evidente: si avrebbero a disposizione ben 256 codoni da riempire con gli aminoacidi più bizzarri. La prima cosa da fare per costruire un ribosoma del genere è impedire che il nostro esperimento molecolare interferisca con il ribosoma naturale, che deve continuare a svolgere correttamente il proprio lavoro. Sembrerà un accorgimento banale, ma non lo è affatto: per riuscire in questo compito, i ricercatori inglesi hanno dovuto mettere a punto un disegno sperimentale molto astuto, sfruttando la cosiddetta “sequenza di Shine-Dalgarno”. Questa sequenza si trova all’inizio degli RNA messaggeri batterici, e funziona come segnale di riconoscimento per i ribosomi. L’idea di Chin e colleghi era di cambiare in qualche modo questa sequenza, in modo da realizzare dei messaggeri artificiali che fossero invisibili ai ribosomi. Hanno quindi prodotto una serie di possibili varianti di questa sequenza e l’hanno inserita in un gene ad hoc, che codificava per due proteine fuse insieme (capirete presto perché): la prima proteina neutralizzava l’effetto di un antibiotico (cloramfenicolo), la seconda era tossica in presenza di 5-fluorouracile (5-FU). Somministrando quest’ultima molecola, il team di Chin ha dato inizio alla strage: tutte le cellule che nel messaggero artificiale avevano una sequenza di Shine-Dalgarno riconosciuta dal ribosoma producevano la proteina tossica e morivano. I ricercatori erano così riusciti a scoprire quali sequenze di Shine-Dalgarno non piacevano ai ribosomi naturali. Sono state queste sequenze il primo importante passoverso la creazione di un sistema di traduzione alternativo, che non interferisse con quello originale. Ma ora bisognava realizzare un ribosoma nuovo che quelle sequenze, invece, fosse in grado di riconoscerle. I ricercatori hanno fatto anche questo. Hanno fatto sintetizzare alle cellule dei ribosomi leggermente differenti rispetto a quello di partenza, e hanno poi selezionato quelli che casualmente riuscivano a riconoscere una delle sequenze di Shine-Dalgarno alternative (per fare lo screening questa volta hanno usato l’antibiotico cloramfenicolo). Per sopravvivere all’antibiotico le cellule dovevano avere un gran colpo di fortuna: l’unica salvezza per loro era possedere la coppia messaggero/ribosoma che consentiva la produzione della proteina salvavita. Beh, qualcuna ce l’ha fatta: su un miliardo di combinazioni testate, tre hanno avuto successo. E con questo risultato, i ricercatori hanno potuto sperimentare liberamente sul loro ribosoma alternativo, senza intaccare il normale processo della traduzione. Ora potevano iniziare a fare esperimenti in tranquillità, nel tentativo di creare un nuovo codice della vita basato su codoni di quattro lettere.

A onor del vero, in passato erano già stati condotti esperimenti in cui si cercava di introdurre aminoacidi non naturali sfruttando le quadriplette al posto delle triplette, ma con i ribosomi naturali questa operazione risultava complicata: i tRNA speciali in grado di appaiarsi a codoni di quattro lettere fanno fatica a entrare nel ribosoma, e d’altra parte ogni tentativo di aumentare l’efficienza di traduzione rischiava di danneggiare in modo letale tutte le altre proteine. Con il ribosoma alternativo messo a punto dal gruppo di Jason W. Chin non c’era più questo pericolo. I ricercatori hanno quindi testato oltre un miliardo di ribosomi leggermente diversi tra loro, con l’obiettivo di trovarne uno che fornisse un alloggio più comodo per i tRNA speciali. Ancora una volta hanno costretto le cellule a fabbricare la proteina che dava resistenza al cloramfenicolo, ma in questo caso il gene che la codificava aveva in un certo punto un codone di quattro lettere, che poteva essere letto solo se il ribosoma riusciva ad ospitare un apposito tRNA speciale introdotto dai ricercatori. E’ bastato aggiungere un po’ di antibiotico per fare fuori tutte le cellule prive di questo superpotere e scovare il ribosoma in grado di leggere i codoni da quattro lettere tanto quanto quelli da 3: lo hanno chiamato Ribo-Q1.

Orthogonal_TranslationFinalmente abbiamo dunque il ribosoma che fa per noi. Il problema che hanno dovuto affrontare i ricercatori di Cambridge riguardava a questo punto i tRNA. Posso anche creare dei tRNA speciali che si appaino alle quadriplette portando con sé degli aminoacidi non naturali, ma quegli aminoacidi qualcuno deve fornirli. Come ho scritto all’inizio, questo compito normalmente è svolto dagli enzimi amminoacil-tRNA sintetasi, ma se voglio usarli per ricaricare anche i miei tRNA speciali devo stare bene attento che non vadano a interferire con i tRNA normali. Per questi enzimi vale un po’ lo stesso discorso fatto per i ribosomi: il nuovo sistema di traduzione deve essere alternativo a quello naturale in tutto e per tutto, o in termini più tecnici deve essere ortogonale. Fortunatamente, la natura ci viene in soccorso, aiutandoci a risolvere almeno parzialmente il problema. Si dà il caso, infatti, che alcuni microrganismi produttori di metano abbiano sviluppato delle coppie sintetasi/tRNA che, inserite nel batterio Escherichia coli, non interferiscono con il suo processo di traduzione originario. Sfruttando questa proprietà, i ricercatori sono riusciti a far inserire al ribosoma Ribo-Q1 tutta una serie di aminoacidi non naturali.

Missione compiuta dunque? Non proprio. In natura esistono solo due coppie sintetasi/tRNA realmente ortogonali al sistema di traduzione di E. coli: sono le uniche che non disturbano la normale attività di traduzione, e la sola cosa che posso fare è cambiare i due aminoacidi associati a queste due coppie. Questo significa che è impossibile inserire in una proteina più di due aminoacidi non naturali! Ecco dunque la vera sfida per le prossime ricerche: se vogliamo produrre polimeri completamente non naturali, bisogna escogitare strategie per sviluppare nuove coppie sintetasi/tRNA disponibili ad accettare altri aminoacidi. Se i biologi sintetici riusciranno nell’impresa, in futuro potremmo fare esperimenti molto interessanti e scoprire che, con qualche aminoacido in più a disposizione, la vita potrebbe evolvere funzioni nuove e imprevedibili, funzioni che per la biologia naturale sono fuori portata. Ma qui si entra nel regno della fantascienza, anzi, si entra nella biologia dei mondi fantastici. Trovate gli altri contributi al Carnevale della Biodiversità sul blog Mahengechromis. Buona lettura!


Wang, K., Schmied, W., & Chin, J. (2012). Reprogramming the Genetic Code: From Triplet to Quadruplet Codes Angewandte Chemie International Edition, 51 (10), 2288-2297 DOI: 10.1002/anie.201105016

 
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Pubblicato da su 12 dicembre 2012 in Scienza, Tecnologia, Varie

 

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GenoMIX #12 – Aprile 2011

Dal punto di vista della genetica, Aprile è stato il mese dell’Alzheimer. Le stime parlano di 66 milioni di malati previsti per il 2030, un dato agghiacciante se si pensa che tutt’oggi questa grave malattia non ha ancora una cura. Potrebbero quindi essere molto importanti, almeno in un’ottica di diagnosi precoce, i due articoli pubblicati su Nature Genetics che hanno identificato ben cinque nuove varianti genetiche associate al morbo di Alzheimer. Il numero totale di geni legati a questa malattia sale così a 10, dei quali l’APOE era e rimane il più rilevante.

Proprio basandosi su questo gene, l’azienda di personal genomics 23andMe è ora in grado di calcolare e fornire ai suoi clienti il rischio di ammalarsi di Alzheimer. Così come per altri tratti “delicati”, anche in questo caso viene richiesta un’esplicita autorizzazione per svelare il risultato del test genetico, una procedura di sicurezza assolutamente condivisibile visto l’impatto psicologico notevole che potrebbe avere su un cliente la scoperta di avere una probabilità di ammalarsi prossima all’80%. I lettori del mio blog, però, non sembrano essere particolarmente turbati dalle malattie incurabili: in base ai risultati del mio ultimo sondaggio, oltre la metà dei partecipanti si è dichiarata pronta a effettuare un test genetico per una patologia senza cure né strategie di prevenzione. A proposito di sondaggi, ce n’è uno nuovo sui test genetici ai minori: siete tutti invitati a rispondere!

Passiamo da un’epidemia possibile a un’epidemia conclamata, vale a dire l’obesità: ne soffrono infatti 400 milioni di persone nel mondo. Due articoli pubblicati su PLoS One e Diabetes fanno luce su nuovi interessanti meccanismi alla base di questo disturbo metabolico. Il primo riguarda una variante genetica double-face: da un lato alza il rischio obesità, dall’altro rende maggiormente sensibili agli effetti “dimagranti” degli acidi grassi Omega-3. Nel secondo articolo, invece, si parla di un rischio obesità che compare addirittura nella pancia della mamma: la causa sarebbe un’alterazione epigenetica provocata dalla dieta in gravidanza. Parlando di argomenti più leggeri, questo mese ho partecipato per la seconda volta al Carnevale della Biodiversità, con un articolo sull’estrema variabilità che si osserva nella dimensione dei genomi delle specie viventi, e su una curiosa teoria di due scienziati russi: la teoria del DNA altruista.

 
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Pubblicato da su 30 aprile 2011 in GenoMIX

 

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Il DNA altruista: salamandre, gigli e retrotrasposoni

Questo post partecipa al Carnevale della Biodiversità ospitato per questa terza edizione dal blog Mahengechromis di Livio Leoni, dove potete trovare tutti gli altri interessanti contributi della blogosfera scientifica italiana per questa bella iniziativa.

Devo ammetterlo, quando ho letto il tema di questo Carnevale della Biodiversità (“Le dimensioni contano”), non ho potuto fare a meno di pensare a quello che hanno pensato tutti. Mi sono chiesto: chissà se qualcuno ha mai cercato le basi genetiche di quella dimensione là che tanto interessa agli uomini (alle donne ancora non si sa)! Non ho trovato nulla e ho desistito, anche se la mappa che ha iniziato a circolare in rete pochi giorni dopo sembrava fatta apposta per stimolare un post sull’argomento.

Alla fine ho scelto di ripiegare su qualcosa di meno eccitante forse, ma secondo me altrettanto affascinante. Ha a che fare con la biodiversità, ma non nel senso classico del termine: quando pensiamo a questa parola, ci vengono in mente le “infinite forme bellissime” che possono assumere le specie viventi, forme che quasi sempre riusciamo a spiegare con le regole dell’evoluzione. E’ molto più difficile spiegare il tipo di biodiversità di cui parlerò in questo post: la dimensione del genoma.

I genomi degli organismi viventi hanno dimensioni che differiscono di parecchi ordini di grandezza, senza che esista una ragione apparente. Per decenni gli scienziati si sono fatti venire il mal di testa, impegnati nell’ossessiva ricerca di una spiegazione plausibile che potesse rendere conto di questa incredibile variabilità. Un tempo si pensava che i genomi grandi fossero tipici delle specie più complesse: se immaginiamo il genoma come il manuale di istruzioni per costruire un organismo vivente, ci si aspetterebbe che organismi più complicati richiedano manuali più voluminosi. In natura, però, le cose non vanno affatto così: ad esempio, per quale motivo la salamandra americana Necturus lewisi dovrebbe avere un genoma 40 volte più grande di quello umano? Che cosa se ne fa il piccolo fiore giapponese Paris japonica di un genoma di 150 miliardi di paia di basi? Noi, con i nostri 3 miliardi, riusciamo a condurre comunque una vita dignitosa: che bisogno c’è di tutto quel DNA? Per non parlare dell’ameba Polychaos dubium, un organismo unicellulare che si porta dietro un genoma di 670 miliardi di paia di basi*: tutto possiamo dire, fuorché che un’ameba sia un organismo complesso. Nella tabella seguente ho riportato, per vari gruppi tassonomici, la specie con il genoma più piccolo e quella con il genoma più grande. I dati derivano principalmente dalle tre banche dati specializzate sull’argomento (trovate i link a fondo pagina).

Come potete vedere, le differenze sono enormi non solo tra gruppi diversi, ma persino all’interno dello stesso gruppo. Tutto sommato i mammiferi sono abbastanza prevedibili: tra il pipistrello miniottero Miniopterus schreibersi e il ratto argentino Tympanoctomys barrerae c’è una differenza di 5 volte. Lo stesso si può dire per i rettili e per gli uccelli, ma date un’occhiata agli anfibi: il genoma della rana australiana Limnodynastes ornatus è 127 volte più piccolo della già menzionata salamandra Necturus lewisii. Per non parlare dei pesci, dove il Protopterus aethiopicus supera il pesce palla Tetraodon nigroviridis di 380 lunghezze. E le cose non cambiano di molto negli invertebrati e nelle piante. Ma allora la domanda ritorna: perché il genoma di alcune specie è piccolissimo, e quello di altre invece fa spavento? C’è una ragione evolutiva alla base di tutta questa variabilità? In parole semplici: le dimensioni contano?

Visto che la dimensione di un genoma non è correlata alla complessità dell’organismo che lo possiede (è il famoso paradosso del C-value), la spiegazione deve essere un’altra. Sempre che questa spiegazione ci sia. Prima di parlarvi della teoria del DNA altruista, però, vediamo di capire in che modi un genoma può cambiare la sua dimensione. Il primo “trucco” che una specie può adottare per ingrandire il proprio genoma è la poliploidizzazione. Dietro questo termine quasi impronunciabile si nasconde un meccanismo molto semplice: si tratta sostanzialmente di un grande copia-incolla in cui il genoma intero viene raddoppiato, triplicato e così via. Può succedere persino che il genoma venga “rubato” a un’altra specie: è accaduto, ad esempio, al frumento tenero Triticum aestivum che si usa per fare il pane. Inizialmente si sono uniti i genomi di due specie selvatiche diploidi (Aegilops speltoides e Triticum urartu): questo ibrido tetraploide sarebbe poi diventato il grano duro Triticum durum che usiamo per fare la pasta; successivamente, una sottospecie di grano duro ha accolto il genoma di un’altra pianta selvatica (Aegilops tauschii), diventando così il frumento tenero esaploide (con sei copie di ogni cromosoma) che oggi conosciamo. Le piante sono delle maestre nell’arte della poliploidizzazione: si stima che il 50-70% delle angiosperme sia poliploide: oltre al già citato frumento, ci sono le patate tetraploidi, il kiwi esaploide e moltissime altre. Tra gli animali la poliploidia è frequente in pesci e anfibi, mentre è rara in altri gruppi. Altri modi per cambiare le dimensioni di un genoma sono le duplicazioni segmentali di sequenze ripetute, le duplicazioni geniche e l’attività dei retrotrasposoni LTR. Questi ultimi sono elementi in grado di copiare se stessi spostandosi in altri punti del genoma, e possono creare decine di copie nell’arco di una sola generazione: i retrotrasposoni LTR occupano quasi il 10% del genoma umano, mentre nel genoma del mais sono riusciti addirittura a raddoppiarne le dimensioni, nel corso degli ultimi milioni di anni.

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Il punto cruciale di tutta la questione, comunque, è che i genomi molto grandi non sono grandi perché hanno moltissimi geni, ma perché hanno quantità esorbitanti di DNA non codificante. Dietro la nostra domanda di partenza se ne nasconde dunque un’altra: serve a qualcosa il DNA che non codifica per proteine? E se la risposta è sì, a cosa serve di preciso? Gli scienziati russi Patrushev e Minkevich sono convinti che una funzione ci sia. Il loro modello, soprannominato del “DNA altruista”, sviluppa e perfeziona una teoria che era già nell’aria dagli anni 70: il DNA non codificante serve a proteggere le regioni codificanti dalle mutazioni. Le cellule sono sottoposte costantemente a radicali liberi che si formano normalmente in seguito alle reazioni chimiche: tra questi ci sono le specie reattive dell’ossigeno (ROS), che penetrando nel nucleo possono danneggiare il DNA. Negli organismi aerobici, durante la respirazione, circa il 5% dell’ossigeno molecolare si trasforma in ROS (come lo ione superossido o il perossido di idrogeno), molecole pericolose che le cellule cercano di tamponare ad esempio con gli antiossidanti (varie vitamine) o enzimi specifici (superossido dismutasi). Quando però questi sistemi falliscono, i ROS arrivano al DNA e provocano mutazioni: si stima che nelle nostre cellule ne avvengano ogni giorno circa 20mila. Non tutto è perduto però: esistono dei meccanismi preposti alla riparazione del DNA, che cercano per quanto possibile di rimettere a posto le cose. Se però per qualche ragione gli agenti mutageni sono veramente troppi, ecco che scatta il terzo meccanismo di difesa, quello proposto da Patrushev e Minkevich.

In momenti così gravi, scatta l’allarme ROS. La cellula percepisce che il suo prezioso manuale di istruzioni è in pericolo, e lancia un ultimo, disperato comando: “Moltiplicatevi!”, ordina ai retrotrasposoni LTR. Questi ultimi si risvegliano dal loro sonno e iniziano a copiarsi e incollarsi qua e là sui cromosomi, col risultato finale di aumentare la quantità di DNA non codificante e quindi le dimensioni complessive del genoma. Con questa strategia, si riescono a ridurre le mutazioni nelle regioni codificanti (quelle più preziose), per un banale discorso statistico. Il DNA non-codificante sarebbe perciò un DNA altruista che sacrifica se stesso, esponendosi alle mutazioni al posto dei geni codificanti. Tutto quello che serve alla cellula è una specie di sensore molecolare che segnali la situazione di emergenza e risvegli i trasposoni dal loro torpore. Quale meccanismo possa svolgere la funzione di sensore ancora non si sa.

Le teorie sul DNA non codificante resteranno tali finché qualcuno non sarà riuscito a dimostrarne una. Tuttavia, quella del DNA altruista trova conforto in almeno un paio di esempi. La pianta Arabidopsis thaliana ha un genoma molto piccolo (125 milioni di paia di basi): se la teoria degli scienziati russi è vera, queste ridotte dimensioni sono la dimostrazione di un passato evolutivo relativamente tranquillo, senza molti “allarmi ROS”. In effetti, in questa pianta, i geni preposti alla riparazione del DNA sono presenti in un maggior numero di copie, il che suggerisce un sistema di riparazione molto efficiente: questa pianta non ha avuto bisogno di infarcire il suo genoma di DNA non codificante, perché le sono bastate le prime due armi di difesa, cioè la neutralizzazione dei radicali e la riparazione del DNA. L’esempio opposto è quello delle salamandre, caratterizzate da un genoma molto grande: l’enzima fotoliasi che ripara il DNA danneggiato da radiazioni ultraviolette è meno efficiente in questa specie di quanto non lo sia in altri anfibi dal genoma più piccolo, come rane e rospi. Nel corso dell’evoluzione, un genoma può andare incontro a diversi destini. Se è necessario arginare i ROS e mettere al riparo i geni codificanti, esso si ingrandirà mobilizzando i trasposoni. Se invece i mutageni diminuiscono, o se gli enzimi che riparano il DNA diventano più efficienti, ecco che il DNA non codificante può essere abbandonato, perché divenuto ormai un peso inutile. E così il genoma si rimpicciolisce.

Tornando alla nostra domanda iniziale: le dimensioni di un genoma contano, eccome se contano. Sono un’altra variabile del sistema, un’altra arma evolutiva in possesso degli esseri viventi. Proteggere dalle mutazioni può sembrarvi una funzione un po’ noiosa, ma si tratta in realtà di un compito fondamentale. Sapevate che il genoma del giglio è costituito per il 95% da trasposoni? Chissà, magari senza il DNA non codificante questa specie non sarebbe più tra noi, disintegrata sotto una montagna di radicali liberi. Ecco, fate una cosa: d’ora in poi, quando vedete un giglio, rivolgete un pensiero al DNA non codificante. Gli altruisti non li ringrazia mai nessuno! Sugli egoisti, invece, ci scrivono persino i libri.

* Le dimensioni del genoma di P. dubium sono state messe in discussione dalla comunità scientifica, in quanto calcolate negli anni Sessanta con metodi biochimici che oggi non sono considerati affidabili.

Altri link:

Image credit: OpenCage, amitkotwal


Patrushev, L., & Minkevich, I. (2009). The problem of the eukaryotic genome size Biochemistry (Moscow), 73 (13), 1519-1552 DOI: 10.1134/S0006297908130117

 
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Pubblicato da su 12 aprile 2011 in Scienza

 

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GenoMIX #10 – Febbraio 2011

Niente da dire, questo è stato un gran bel mese per il mio blog. E’ iniziato infatti con l’incredibile notizia che myGenomiX aveva raggiunto la terza posizione nella classifica Scienza di Wikio, un risultato che ho accolto con molto piacere e che ho cercato di meritarmi partecipando a ben due Carnevali. Era la prima volta per me in assoluto, e devo dire che mi sono divertito parecchio. Prima c’è stato il Carnevale della Biodiversità, ospitato dal blog Leucophaea, al quale ho contribuito con la curiosa avventura evolutiva delle chiocciole giapponesi. Quindi è stata la volta del Carnevale della Chimica organizzato dal blog Scientificando: in questo caso ho scelto di parlarvi un po’ di come la chimica sia stata fondamentale per la rivoluzione genomica.

Lascio la blogosfera italiana per ricordarvi un altro grandissimo evento, stavolta di portata internazionale, celebrato persino da Nature e Science: proprio nel mese di Febbraio, infatti, si è festeggiato il decennale di due articoli apparsi su queste riviste nel 2001, gli articoli che presentavano ufficialmente i dati del sequenziamento del genoma umano. In questi dieci anni la scienza ha fatto passi da gigante grazie a quello storico risultato. Appoggiandomi alla splendida review firmata da Eric Lander, ho cercato di ripercorrere cosa esattamente abbiamo imparato dal nostro codice genetico.

Ovviamente il sequenziamento di nuovi genomi continua imperterrito: Febbraio è stato il mese della formica, anzi, delle quattro specie di formiche che hanno svelato i segreti del proprio DNA. Dopo i genomi della formica rossa gigante, della formica argentina e della formica di fuoco, pubblicati su PNAS, è stato il turno della formica taglia-foglie Atta cephalotes che su PLoS Genetics ha rivelato di portare nei propri geni le tracce di una grande amicizia, quella con il fungo da essa coltivato.

Infine, gli appassionati di tecnologia avranno seguito con interesse le novità emerse dal meeting AGBT di Marco Island (Florida), che come tutti gli anni fa il punto della situazione per quanto riguarda i nuovi sequenziatori. Continua dunque la caccia al genoma da mille dollari, in una corsa che procede così rapidamente da far impallidire la legge di Moore, il quale – tra l’altro – ha appena avuto il proprio genoma sequenziato da Ion Torrent.

 
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Pubblicato da su 28 febbraio 2011 in GenoMIX

 

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Chiocciole sinistrorse alla riscossa

Questo post partecipa al Carnevale della Biodiversità ospitato per questa seconda edizione dal blog Leucophaea di Marco Ferrari, dove potete trovare tutti gli altri interessanti contributi della blogosfera scientifica italiana per questa bella iniziativa. La data per questa edizione del Carnevale non è stata scelta a caso: oggi è il 202° compleanno del padre dell’evoluzionismo, Charles Darwin.

La biodiversità che ammiriamo oggi è il risultato di milioni di anni di evoluzione, milioni di anni in cui nuove specie sono comparse a popolare la Terra e altre l’hanno lasciata per sempre, un processo inesorabile che segue le leggi severe della selezione naturale. A causa dei suoi tempi lunghissimi, spesso tendiamo a percepire l’evoluzione come qualcosa che è avvenuto in un lontano passato, ignorando il fatto che gli stessi processi evolutivi che hanno dato origine alle forme di vita moderne continuano ad avvenire ancora oggi, sotto i nostri stessi occhi. Certo non è facile osservare questi processi in azione: la nascita di nuove specie (tecnicamente detta “speciazione”) avviene gradualmente nel corso del tempo, con l’accumularsi di mutazioni genetiche che spingono un gruppo di animali geograficamente isolati verso una sempre maggiore differenziazione. Questa prosegue fino al punto in cui a essere modificati sono dei geni chiave – chiamati geni della speciazione – che innalzano una barriera riproduttiva nei confronti della popolazione originaria: non potendo più generare prole fertile, i due gruppi iniziano a segurire un proprio originale percorso evolutivo.

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Solitamente i geni della speciazione si modificano solo in un secondo momento, quando la popolazione della futura nuova specie ha raggiunto una numerosità tale da impedire l’estinzione pressoché immediata. Se un individuo cambiasse di colpo un gene chiave per la riproduzione, infatti, si ritroverebbe senza nessun partner sessuale e con esso svanirebbe la possibilità di inaugurare un nuovo ramo dell’albero della vita. Come per ogni regola, anche qui c’è però un’eccezione: se la mutazione in oggetto portasse un forte vantaggio competitivo, questo sarebbe sufficiente per contrastare l’effetto negativo di avere pochi partner a disposizione. In questo modo, la selezione naturale riuscirebbe a mantenere in equilibrio il gruppo di invidui originario e i nuovi mutanti: se da un lato questi ultimi avranno meno possibilità di riprodursi e di trasmettere la propria mutazione alla progenie, dall’altro saranno ad esempio più bravi a procurarsi il cibo o a difendersi dai predatori. Così facendo anche una mutazione a carico di un gene della speciazione può essere mantenuta nel tempo e diffondersi lentamente in una popolazione: è una sorta di evoluzione accelerata, in cui un singolo gene può creare in poco tempo una nuova specie vivente, e si sta verificando proprio in questo momento nelle foreste del Giappone.

Le chiocciole del genere Satsuma hanno normalmente un guscio a spirale destrorsa, che ruota cioè in senso orario muovendosi dall’interno verso l’esterno. Il senso di rotazione è determinato da un gene a effetto materno: se la madre sviluppa una mutazione genetica che produce un guscio in senso antiorario, anche tutti i suoi figli avranno il guscio al contrario, indipendentemente dagli alleli che hanno ereditato dalla madre. L’effetto materno è una forma di ereditarietà molto particolare, che segue regole diverse da quelle dell’ereditarietà mendeliana classica; in genere si verifica perché alcune proteine di origine materna presenti nella cellula uovo iniziano a guidare lo sviluppo dell’embrione prima ancora che si attivino i suoi stessi geni.

Le nostre chiocciole non possono però cambiare a cuor leggero il tipo di spirale: esiste infatti una forte pressione selettiva che le obbliga ad adeguarsi alla maggioranza e a scegliere tutte la medesima opzione, in quanto due individui con spirali opposte non riescono, per ragioni morfologiche, ad accoppiarsi. Nell’immagine qui a fianco (fig. c) si nota come la diversa spiralizzazione del guscio renda di fatto impossibile l’accoppiamento, che invece può avvenire senza problemi nel caso di due chiocciole con lo stesso tipo di spirale (fig. b).

Un gruppo di ricercatori giapponesi ha però scoperto che le chiocciole sinistrorse, molto più rare rispetto alle destrorse, hanno trovato il modo di superare questo handicap. Il gene responsabile del cambiamento di spirale ha infatti conferito loro anche un grande vantaggio: hanno maggiori possibilità di sopravvivere quando si trovano a fronteggiare uno dei loro nemici più agguerriti, il serpente mangia-chiocciole di Iwasaki (Pareas Iwasakii).

Come si vede da questi due video, il rettile adotta una strategia particolare per aggredire il piccolo invertebrato e stanarlo dal suo guscio: poiché la stragrande maggioranza delle chiocciole hanno un guscio a spirale destrorsa, il serpente ha imparato ad attaccare da sinistra. Non solo, persino la sua dentatura si è evoluta per incrementare le possibilità di successo: la parte destra della mandibola del rettile ha molti più denti rispetto alla sinistra, e questo probabilmente gli serve per sradicare il malcapitato mollusco dal suo rifugio. Messo alla prova con una chiocciola con spirale sinistrorsa, però, il serpente di Iwasaki fallisce clamorosamente: secondo le osservazioni dei ricercatori, le chiocciole sinistrorse sopravvivono agli attacchi nell’88% dei casi, mentre quelle old-style non hanno alcuna possibilità di farcela.



Se le chiocciole a spirale sinistrorsa stanno conquistando sempre più terreno, lo devono principalmente al loro predatore: gli scienziati hanno infatti scoperto che le varianti a spirale sinistrorsa appaiono con maggior frequenza nelle aree geografiche in cui vivono i serpenti mangia-chiocciole. Se non mi credete, guardate la mappa qui a destra: si nota chiaramente che le chiocciole mutanti fanno capolino solo nella zona di sovrapposizione con l’areale dei serpenti pareatidi, dei quali il serpente di Iwasaki è l’esponente più famoso. Al di fuori di questa regione viene meno l’effetto bilanciante della selezione naturale: non esiste più nessun vantaggio ad avere una spirale sinistrorsa, che invece dà solo problemi nella riproduzione.

Al momento non si ha notizia di serpenti che abbiano evoluto una strategia d’attacco alternativa per rispondere alla mossa delle chiocciole Satsuma, e tutto lascia pensare che per molto tempo questi rettili continueranno semplicemente a nutrirsi delle varianti destrorse, ancora molto abbondanti. In futuro, tuttavia, a essere in maggioranza potrebbero essere le sinistrorse, e se i serpenti mangia-chiocciole non vorranno rinunciare al proprio menu a base di escargot, dovranno inventarsi qualcosa di nuovo. La lotta per il cibo e per gli spazi ha creato nuova biodiversità nelle foreste giapponesi, e continuerà a farlo, in Giappone come in tutto il resto del mondo.


Hoso, M., Kameda, Y., Wu, S., Asami, T., Kato, M., & Hori, M. (2010). A speciation gene for left–right reversal in snails results in anti-predator adaptation Nature Communications, 1 (9) DOI: 10.1038/ncomms1133

Image credit: Nature

 
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Pubblicato da su 12 febbraio 2011 in Scienza

 

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